Рис. 1. Этап интравитреальной инъекции газа у крысы
Fig. 1. Stage of intravitreal gas injection in a rat
Рис. 2. Интравитреальная инъекция кролику
Fig. 2. Intravitreal injection in a rabbit
Введение
Несмотря на то что компьютерное моделирование и многочисленные методы исследований in vitro широко применяются исследователями на начальных этапах создания новых лекарственных препаратов, доклиническое изучение лекарственных средств и изделий медицинского назначения на лабораторных животных является необходимым этапом в их разработке и внедрении [1, 2]. Поэтому всегда есть потребность в разработках эффективных экспериментальных способов для исследований тех или иных методов лечения заболеваний, в том числе в офтальмологии [3, 4].
Интравитреальные инъекции офтальмологических газов широко применяются в офтальмохирургии при лечении различных заболеваний, в частности, при отслойке сетчатки. В литературе описаны методики введения в полость глаза животных различных препаратов, а также модели для индуцирования отслойки сетчатки [4–9].
Выбор определенного вида животного в качестве модели является критически важным моментом, существенно влияющим на успех эксперимента. Крысы и кролики достаточно часто используются в медицинских моделях исследований, в том числе офтальмологических заболеваний. При этом выбор вида биообъекта зависит от различных факторов — следует учитывать особенности исследуемого препарата или изделия медицинского назначения; соответствующие анатомические особенности глаза; физиологические характеристики; возможную реакцию на терапию; необходимо оценивать технические возможности содержания животных и экономическую целесообразность.
Экспериментальные работы данного направления формируют инструмент для создания контролируемых патологических моделей с целью доклинической оценки перспективных медицинских технологий, лекарственных препаратов и изделий медицинского назначения в офтальмологии. Кроме существующих на фармацевтическом рынке офтальмогазов, существует достаточно широкая линейка перфторсоединений, которые могут потенциально применяться при различных видах патологии глаз. Разработанные методики — экспериментальный вариант оценки их эффективности.
Цель
Сравнить эффективность и безопасность методики интравитреальной инъекции офтальмологического газа у крыс и кроликов.
Материал и методы
Отработка методики интравитреального введения перфторгаза (гексафторид серы, SF6) проводилась в экспериментальной модели, воспроизводимой на лабораторных животных. Сравнение методики проводилось между белыми беспородными крысами и кроликами.
Все манипуляции, производимые над лабораторными животными, выполнены с разрешения этического комитета [10]. Экспериментальные животные в течение исследования содержались в стандартных условиях вивария со свободным доступом к пище и воде с временным изъятием животных для проведения манипуляций по интравитреальному введению газа и обследованию.
В эксперименте участвовало 10 белых беспородных белых крыс и 5 кроликов породы «Советская шиншилла».
Оперативное вмешательство (интравитреальная инъекция) проводилось в левый глаз животного, правый служил контролем. Наркоз у крыс проводился парами диэтилового эфира в герметичной камере до утраты двигательной активности и отсутствия роговичного рефлекса.
У кроликов применяли неингаляционный наркоз с использованием 2,6диизопропилфенола (пропофол). Через катетер для периферических вен в ушную вену вводили эмульсию пропофола в дозе 1 мг/кг с последующим увеличением дозы при необходимости.
Методика введения учитывала видовые анатомические особенности в строении глаза выбранных лабораторных животных. Животное фиксировалось на переносном операционном столике в удобном для хирурга положении. Подготовка к манипуляции для обоих видов животных была идентичной.
Мидриаз достигался однократной инстилляцией комбинации 5% фенилэфрина и 0,8% тропикамида, проводилась местная эпибульбарная анестезия однократной инстилляцией 0,4% оксибупрокаина. Обработка операционного поля (2,5% раствор повидонйода) и рук хирурга (мытье кистей рук и предплечий теплой проточной водой с жидким мылом без антимикробных компонентов и далее обработка спиртсодержащим антисептиком кистей рук, запястий и предплечий способом втирания в кожу) соответствовала стандартной офтальмохирургической практике.
Технология интравитреального введения газа у крыс выполнялась следующим образом: под контролем операционного микроскопа производился надрез с дальнейшим отделением конъюнктивы у заднего лимба. Затем с помощью иглы 34G выполнялся парацентез роговицы в проекции максимальной глубины передней камеры для снижения внутриглазного давления (ВГД). После этого транссклерально, осторожно, чтобы не повредить крупный хрусталик, приблизительно в 1–1,5 мм от заднего лимба инсулиновым шприцем с иглой 34G производилась интравитреальная инъекция 3–4 мкл гексафторида серы (ARCAD, Франция) согласно инструкции (рис. 1) [11]. После инъекции конъюнктива укладывалась на место, швы не накладывались. Эпибульбарно наносилась глазная тетрациклиновая мазь 1%.
Рис. 3. Биомикроскопия оперированного глаза животного
Fig. 3. Biomicroscopy of an operated animal eye
Рис. 4. Офтальмоскопия оперированного глаза животного (стрелкой указан газ в витреальной полости)
Fig. 4. Ophthalmoscopy of the animal’s operated eye (the arrow indicates gas in the vitreous cavity)
Технология интравитреального введения газа у кроликов выполнялась следующим образом — под визуальным контролем с помощью бинокулярной налобной лупы, иглой 30G инсулиновым шприцем в 2–3 мм от лимба производился прокол трансконъюнктивальный склеры параллельно хрусталику до входа в витреальную полость, и выполнялась инъекция 0,3 см3 гексафторида серы (SF6), для снижения внутриглазного давления выполнялся парацентез роговицы (рис. 2).
Гексафторид серы (SF6) представляет собой инертный нетоксичный газ, плохо растворимый в водных растворах [12]. Применяется во многих отраслях промышленности, а также в медицине, в частности, в офтальмохирургии, в качестве тампонады витреальной полости.
После проведенного наркоза и введения гексафторида серы все животные вернулись к обычному состоянию, случаев гибели не зафиксировано. Поведенческие реакции оставались характерными для данного вида, без отклонений.
Животные наблюдались в течение 1 недели или до полной элиминации газа, в оперированный глаз инстиллировали глазные антибактериальные капли 3 раза в день.
Офтальмологические обследования у крыс были проведены на 1, 2, 3 и 7е сутки после операции. У кроликов — ежедневно до момента элиминации газа.
Послеоперационное наблюдение включало: биомикроскопию, офтальмоскопию, Всканирование глазного яблока (однократно). Оценивали наличие или отсутствие воспалительной реакции, прозрачность сред, наличие и объем газа в витреальной полости. У крыс обследования проводились в условиях наркоза, аналогичного операционному, кролики позволяли выполнять осмотры без наркотизации.
Результаты и обсуждение
У 9 из 10 крыс (9 глаз) оптические среды сохраняли прозрачность на всем протяжении наблюдения. У 1 крысы (1 глаз) на 1й день наблюдения выявилась воспалительная реакция в виде гиперемии поверхности глазного яблока, отека роговицы, эффекта Тиндаля во влаге передней камеры и помутнения хрусталика.
Вероятно, данная реакция была связана с осложнениями при интравитреальной инъекции и повреждении хрусталика в ее процессе. Через 3 дня воспаление было купировано. Прозрачность сред на оперированном глазу не восстановилась, на парном — патологических изменений не выявлено. Данное животное было исключено из исследования.
На 1е сутки у всех остальных крыс воспалительной реакции на вмешательство зафиксировано не было, конъюнктива была адаптирована к лимбу. В условиях медикаментозного мидриаза визуализировался пузырек газа в стекловидном теле, занимающий от 1/3 до 1/4 витреальной полости (рис. 3).
При осмотре глазного дна патологических изменений не выявлено (рис. 4).
На 2е сутки у 7 крыс (70%) газ в витреальной полости не определялся. Офтальмоскопия: стекловидное тело спокойное, прозрачное, диск зрительного нерва визуализируется, границы четкие, очаговых изменений на сетчатке не выявлено.
На 3и сутки у всех животных витреальная полость — без признаков газа. При биомикроскопии и офтальмоскопии отмечалось: конъюнктива век и глазного яблока спокойная, рана конъюнктивы адаптирована, оптические среды (роговица, хрусталик, стекловидное тело) прозрачные, диск зрительного нерва визуализируется, границы четкие, очаговых изменений на сетчатке не выявлено.
Производитель при описании свойств гексафторида серы (SF6) указывает задержку расширения — 1 день; объем расширения — в 3 раза; присутствие до 15 суток [12]. Поэтому настолько быстрая элиминация газа у крыс явилась для авторов неожиданностью.
Всканирование у крыс оказалось неинформативным. В то же время размеры глаз кроликов позволяли выполнить информативное ультразвуковое сканирование.
У всех 5 кроликов (5 глаз) оптические среды сохраняли прозрачность на всем протяжении наблюдения.
На 1е сутки у всех животных воспалительной реакции на вмешательство зафиксировано не было. В условиях медикаментозного мидриаза визуализировался пузырек газа в стекловидном теле (рис. 5, 6).
При биомикроскопии и офтальмоскопии отмечалось: конъюнктива век и глазного яблока спокойная, рана конъюнктивы адаптирована, оптические среды (роговица, хрусталик, стекловидное тело) прозрачные, диск зрительного нерва визуализируется, границы четкие, очаговых изменений на сетчатке не выявлено.
Рис. 5. Биомикроскопия оперированного глаза животного
Fig. 5. Biomicroscopy of an operated animal eye
Рис. 6. Офтальмоскопия оперированного глаза кролика (стрелкой указан газ в витреальной полости)
Fig. 6. Ophthalmoscopy of an operated rabbit eye (gas in the vitreous cavity is indicated by an arrow)
Особый интерес представляла оценка длительности нахождения газа внутри глаза кролика. Динамика отслеживалась ежедневно, согласно полученным данным, длительность персистенции газа в витреальной полости кроликов была меньше, чем указанная производителем, но значительно больше, чем у крыс, и составила в среднем 6,6±0,5 суток.
Ультразвуковое сканирование глаза кролика не представляло трудностей и являлось довольно информативным, учитывая крупные размеры глаза, что в дальнейшем может применяться при планировании расширенных исследований (рис. 7).
Выбор животных очень важен для планирования эксперимента, необходимо учитывать нюансы в содержании, возможности технического выполнения эксперимента, выборе наркоза и последующего наблюдения. Известно, что на выведение препарата из стекловидного тела могут влиять различные факторы: молекулярная масса, физикохимические свойства препарата, хирургическая процедура, объем вводимого препарата и наличие воспаления глазного яблока [13].
Выбор крыс для эксперимента может быть связан с доступностью, наличием специальных генетических линий, более простого содержания. Однако нужно учитывать малые размеры глаза и крупный хрусталик, что требует более сложных манипуляций при введении препарата, а быстрый метаболизм значительно ускоряет его элиминацию.
Кролики обладают более медленным метаболизмом по сравнению с крысами, что позволяет дольше наблюдать эффекты препарата, что и было продемонстрировано в настоящем исследовании. Также размер глаза кролика и внутреннее анатомическое строение ближе к глазу человека, что делает его удобной моделью при планировании манипуляций. В то же время особенности организации наркоза и более дорогостоящее содержание может ограничивать использование данных животных.
Заключение
Представленная методика интравитреальной инъекции офтальмологического газа у крыс и кроликов является эффективным и безопасным способом доставки тампонирующего вещества в стекловидное тело экспериментального животного. Длительность нахождения газа в витреальной полости крыс была в 7 раз меньше, чем расчетная у человека, а у кроликов — в 2 раза, что может объясняться особенностями физиологии данных видов животных (высокий уровень метаболизма).
При планировании эксперимента необходимо учитывать анатомические особенности глаза животного, возможности введения в наркоз и скорость метаболизма, влияющую на длительность элиминации исследуемого препарата.
Полученные результаты подчеркивают особую важность видовой экстраполяции данных. Прямой перенос временных, а так же иных параметров с экспериментальной модели на человека невозможен и методологически ошибочен. Однако разработанные модели идеально подходят для отработки хирургической техники инъекции, изучения немедленных и отсроченных осложнений, тестирования новых комбинированных методик. Акцент в интерпретации результатов смещается с абсолютных сроков нахождения газа на оценку качественных параметров: однородность пузыря, полнота тампонады, характер его взаимодействия с сетчаткой, отсутствие ятрогенного повреждения.
Информация об авторах
Кудрявцева Юлия Владимировна — д.м.н., главный врач КОГБУЗ Кировской клинической офтальмологической больницы, доцент кафедры офтальмологии ФГБОУ ВО Кировский ГМУ Минздрава России, july_kud@mail.ru, https://orcid.org/0000000239085326
Козвонин Валерий Анатольевич — к.м.н., начальник научноинновационного отдела, доцент кафедры офтальмологии ФГБОУ ВО
Кировский ГМУ Минздрава России, niokgma@yandex.ru, https://orcid.org/0000000224476949
Дунаева Елена Борисовна — к.б.н., руководитель медикобиологического центра биомоделирования ФГБОУ ВО Кировский ГМУ Минздрава России, mcb@kirovgma.ru, https://orcid.org/0000000244600302
Галашов Михаил Васильевич — врачофтальмолог, зав. организационнометодическим отделом КОГБУЗ Кировской клинической офтальмологической больницы, zamkkob@mail.ru, https://orcid.org/0009000727423643
Семенов Алексей Николаевич — врачофтальмолог КОГБУЗ Кировской клинической офтальмологической больницы, semlexis@ mail.ru, https://orcid.org/0009000343136450
Вотинцева София Андреевна — младший научный сотрудник лаборатории фармакологической биоэнергетики и мембранологии ФГБОУ ВО Кировского ГМУ Минздрава России, soffea.inc@gmail.com, https://orcid.org/000900083401938X
Information about the authors
Yulia V. Kudryavtseva — MD, PhD, Chief Physician of the Kirov Clinical Ophthalmological Hospital, Associate Professor of the Department of Ophthalmology, Kirov State Medical University, Ministry of Health of the Russian Federation, july_kud@mail.ru, https://orcid.org/0000000239085326
Valery A. Kozvonin — MD, PhD, Head of the Scientific and Innovation Department, Associate Professor of the Department of Ophthalmology, Kirov State Medical University, Ministry of Health of the Russian Federation, niokgma@yandex.ru, https://orcid.org/0000000224476949
Elena B. Dunaeva — PhD in Biology, Head of the Medical and Biological Center for Biomodeling, Kirov State Medical University, Ministry of Health of the Russian Federation, mcb@kirovgma.ru, https://orcid.org/0000000244600302
Mikhail V. Galashov — MD, ophthalmologist, Head of the Organizational and Methodological Department, Kirov Clinical Ophthalmological Hospital, zamkkob@mail.ru, https://orcid.org/0009000727423643
Alexey N. Semyonov — MD, ophthalmologist, Kirov Clinical Ophthalmological Hospital, semlexis@mail.ru, https://orcid.org/0009000343136450
Sofia A. Votintseva — Junior Researcher, Laboratory of Pharmacological Bioenergetics and Membranology, Kirov State Medical University, Ministry of Health of the Russian Federation, soffea.inc@gmail.com, https://orcid.org/000900083401938X
Вклад авторов:
Кудрявцева Ю.В. — обоснование концепции исследования, разработка методологии и дизайна экспериментального исследования, выполнение хирургических манипуляций, проведение инструментальных исследований, написание и редактирование текста.
Козвонин В.А. — формулирование идеи, исследовательских целей и задач, проведение инструментальных исследований, создание модели исследования, редактирование текста.
Дунаева Е.Б. — разработка модели исследования, планирование исследования, участие в проведении экспериментального исследования, работа с экспериментальными животными, аккумулирование исследовательских данных, редактирование текста.
Галашов М.В. — участие в проведении экспериментального исследования, проведение инструментальных исследований, сбор и обработка фотоматериала, написание текста.
Семенов А.Н. — проведение инструментальных исследований, систематизация данных, сбор и обработка материала, написание текста, редактирование.
Вотинцева С.А. — проведение инструментальных исследований, сбор и обработка материала, написание текста, редактирование.
Author’s contribution:
Kudryavtseva Yu.V. — conceptualization, methodology and experimental design, surgical procedures, instrumental studies, writing and editing.
Kozvonin V.A. — formulation of the idea, research objectives and tasks, instrumental studies, research model development, editing.
Dunaeva E.B. — research model development, study planning, participation in experimental research, work with experimental animals, data collection, editing.
Galashov M.V. — participation in experimental research, instrumental studies, collection and processing of photographic material, writing.
Semyonov A.N. — instrumental studies, data systematization, data collection and processing, writing, editing.
Votintseva S.A. — instrumental studies, data collection and processing, writing, editing.
Финансирование: Работа выполнена в рамках программы и финансирования «Университетский научный грант» ФГБОУ ВО Кировский ГМУ Минздрава России (утверждена решением Ученого совета, протокол № 11 от 27.12.2024).
Financial transparency: This work was carried out within the framework of the program and funding «University Research Grant» of Kirov SMU MOH Russia (approved by the decision of the Academic Council, Protocol No. 11 dated December 27, 2024).
Конфликт интересов: Отсутствует.
Conflict of interest: Тhere is no conflict of interest.
Поступила: 19.12.2025
Переработана: 26.01.2026
Принята к печати: 02.02.2026
Received: 19.12.2025
Revision: 26.01.2026
Accepted: 02.02.2026
